Laporan Kimia Amami 1

PENETAPAN KADAR GULA METODE LUFF SCHOORL

A. Hari / Tanggal Senin, 23 September 2013 B. Tujuan Untuk mengetahui kadar gula dalam makanan yang di tetapkan sebelum dan setelah inversi. C. Prinsip Kerja Sukrosa dalam sampel diubah menjadi gula invert. Gula invert direaksikan dengan Luff Schoorl berlebih, kelebihan larutan Luff Schoorl dititrasi dengan larutan Natrium Thiosulfat secara Iodometri. Kadar gula invert dihitung dengan menggunakan tabel Luff Schoorl. Kadar sukrosa dihitung dari selisih kadar gula setelah inversi dan sebelum inversi. D. Landasan Teori Karbohidrat adalah golongan senyawa-senyawa yang terdiri dari unsurunsur karbon (C), hidrogen (H) dan oksigen (O). Senyawa-senyawa ini dapat didefinisikan

sebagai

senyawa-senyawa

polihidroksialdehid

atau

polihidroksiketon. Ditinjau dari segi gizi, karbohidrat merupakan segolongan senyawasenyawa penting karena merupakan sumber energi yang paling ekonomis dan tersebar luas. Bahan pangan yang dihasilkan di dunia sebagian terbesar terdiri dari bahan pangan yang kaya akan karbohidrat.

Metode Luff Schoorl adalah berdasarkan proses reduksi dari larutan Luff Schoorl oleh gula-gula pereduksi (semua monosakarida, laktosa dan maltosa). Hidrolisis karbohidrat menjadi monosakarida yang dapat mereduksikan Cu 2+ menjadi Cu1+. Reaksi yang terjadi dalam metode Luff Schoorl :

O

O

+ 2 Cu2+ + 4 OH-

R–C

R–C

H

H

Gula reduksi Luff Schoorl Cu2+

+

4 I-

I2

+

2 NaS2 →

→

CH2I2

I2

2 NaI +

Na2S4O2

Sukrosa tidak memiliki sifat-sifat mereduksi, karena itu untuk menentukan kadar sukrosa harus dilakukan inversi terlebih dahulu menjadi glukosa dan fruktosa. Dalam hal ini kadar sukrosa harus diperhitungkan dengan faktor 0,95 karena pada hidrolisis sukrosa berubah menjadi gula invert. C12H22O11

+

Sukrosa

H2O

→

2C6H12O6 gula reduksi

Karohidrat terdiri dari bermacam-macam dan menurut ukuran molekul dapat dibagi dalam tiga golongan, yaitu: a.

Monosakarida, karbohidrat yang paling sederhana susunan molekulnya dan tidak diuraikan lagi. Golongan ini yaitu glukosa dan fruktosa.

b.

Disakarida, karbohidrat yang terdiri dari 2 molekul monosakarida. Golongan ini yaitu sukrosa, maltosa dan laktosa.

c.

Polisakarida, karbohidrat yang terdiri dari banyak molekul monosakarida. Golongan ini yaitu patim glikogen dan selulosa.

Penentuan Karbohidrat dengan Metode Luff Schoorl Pengukuran karbohidrat yang merupakan gula pereduksi dengan metode Luff Schoorl ini didasarkan pada reaksi sebagai berikut : R-CHO + 2 Cu2+ à R-COOH + Cu2O 2 Cu2+ + 4 I- à Cu2I2 + I2 2 S2O32- + I2 à S4O62- + 2 IMonosakarida akan mereduksikan CuO dalam larutan Luff menjadi Cu 2O. Kelebihan CuO akan direduksikan dengan KI berlebih, sehingga dilepaskan I 2. I2 yang dibebaskan tersebut dititrasi dengan larutan Na 2S2O3. Pada dasarnya prinsip metode analisa yang digunakan adalah Iodometri karena kita akan menganalisa I2 yang bebas untuk dijadikan dasar penetapan kadar. Dimana proses iodometri adalah proses titrasi terhadap iodium (I 2) bebas dalam larutan. Apabila terdapat zat oksidator kuat (misal H 2SO4) dalam larutannya yang bersifat netral atau sedikit asam penambahan ion iodida berlebih akan membuat zat oksidator tersebut tereduksi dan membebaskan I 2 yang setara jumlahnya dengan

banyaknya oksidator (Winarno 2007). I 2 bebas ini selanjutnya akan dititrasi dengan larutan standar Na 2S2O3 sehinga I2 akan membentuk kompleks iodamilum yang tidak larut dalam air. Oleh karena itu, jika dalam suatu titrasi membutuhkan indikator amilum, maka penambahan amilum sebelum titik ekivalen. Metode Luff Schoorl ini baik digunakan untuk menentukan kadar karbohidrat yang berukuran sedang. Dalam penelitian M.Verhaart dinyatakan bahwa metode Luff Schoorl merupakan metode tebaik untuk mengukur kadar karbohidrat dengan tingkat kesalahan sebesar 10%. Pada metode Luff Schoorl terdapat dua cara pengukuran yaitu dengan penentuan Cu tereduksi dengan I 2 dan menggunakan prosedur Lae-Eynon (Anonim 2009). Metode Luff Schoorl mempunyai kelemahan yang terutama disebabkan oleh komposisi yang konstan. Hal ini diketahui dari penelitian A.M Maiden yang menjelaskan bahwa hasil pengukuran yang diperoleh dibedakan oleh pebuatan reagen yang berbeda. E. Alat dan Reagensia 

Alat : 1. Pipet 10,0 ml 2. Labu Erlenmeyer 250 ml 3. Gelas beker 4. Buret 5. Gelas dan labu ukur 6. Corong gelas

7. Filler 8. Botol semprot 9. Kertas saring 10. Pipet tetes 

Reagensia : 1. H2SO4 6N 2. HCl 1N, HCl 0,1N 3. NaOH 0,1N 4. Na2S2O3 5. KI 20% 6. Amylum 1% 7. Indikator metyl orange / jingga metil 0,1% 8. Larutan Zn-Acetat 9. Larutan Kalium ferrocyanida K4Fe(CN)6 10. Larutan Luff Schoorl

F. Prosedur Kerja 1. PENETAPAN KADAR GULA SEBELUM INVERSI I. STANDARISASI Na. Thiosulfat 0,1N DENGAN KIO3 0,1N 1. Dipipet 10,0 ml KIO3 0,1N, ditambahkan aquadest 15 – 25 ml. 2. Tambahkan 7,5 ml KI 20% dan 10 ml asam sulfat 6N. 3. Titrasi dengan Na. thiosulfat 0,1N sampai kuning pucat. 4. Tambahkan indikator amylum. 5. Titrasi dengan Na.thiosulfat 0,1N sampai end point.

II. PENETAPAN KADAR 1. Timbang sampel sebanyak 1-2 gr, masukkan ke dalam labu ukur 250 ml. 2. Tambahkan 5 ml Pb. Acetat 10% + 5 ml K4Fe(CN)6 10% 3. Tambahkan aquadest sampai tanda batas. 4. Saring dengan kertas saring (secukupnya ± 30 ml). 5. Pipet 25,0 ml larutan tersebut, tambahkan 25,0 ml larutan luff school. 6 Panaskan 10 menit, setelah mendidih lalu dinginkan di bawah air mengalir. 7. Tambahkan 10 ml KI 20% + 15 ml asam sulfat 6N (lemari asam). 8. Titrasi dengan Na. thiosulfat 0,1N sampai kuning pucat. 9. Tambahkan indikator amylum. 10. Titrasi dengan Na.thiosulfat 0,1N sampai end point. 11. Hitung kadar gula reduksi dalam sampel tersebut. 12. Lakukan titrasi blanko. 2. PENETAPAN KADAR GULA SETELAH INVERSI 1. Dipipet 10,0 ml filtrat (hasil saringan sampel), dimasukkan ke dalam labu ukur

100,0 ml.

2. Ditambahkan indikator metyl orange 3 tetes dan 10 tetes HCl 1N sampai berwarna jingga. 3. Ditambahkan 10 ml HCl 0,1N dan 50 ml aquadest; campur. Panaskan diatas waterbath selama 30 menit. 4. Segera dinginkan, netralkan dengan penambahan 15 ml NaOH 0,1N.

5. Add dengan aquadest sampai tanda batas. 6. Dipipet 25,0 ml larutan tersebut kemudian tambahkan 25,0 ml larutan luff school. 7. Panaskan 10 menit, setelah mendidih lalu dinginkan di bawah air mengalir. 8. Tambahkan 10 ml KI 20% + 15 ml asam sulfat 6N (lemari asam). 9. Titrasi dengan Na. thiosulfat 0,1N sampai kuning pucat. 10. Tambahkan indikator amylum. 11. Titrasi dengan Na.thiosulfat 0,1N sampai end point. 12. Hitung kadar gula reduksi dalam sampel tersebut. G. Rumus Perhitungan Kadar gula = (f x p)/w x 100% Kadar Sukrosa = (kadar gula setelah inversi – kadar gula sebelum inversi) x 0,95%

Keterangan : F = kesetaraan gula dalam mg (diperoleh dari perhitungan tabel) P = pengenceran sampel W = berat sampel dalam gram

H. Data Percobaan Pembacaan Buret 1) Standarisasi 0 – 26,50 ml Vol.blanko 2) PK sampel nutrisari - Sebelum inversi : V1 = 0 – 25,50 ml V2 = 0 – 25,10 ml - Setelah inversi : V1 = 0 – 26,20 ml V2 = 0 – 31,40 ml

Volume Titrasi 26,50 ml 26,50 ml 25,50 ml 25,10 ml 26,20 ml 31,40 ml

I. Perhitungan  Normalitas Na.thiosulfat sebenarnya N=

=

X 10 X BJ BE

0,37 X 10 X 1,18 36,5

= 0,1196 N  Penetapan Kadar

UJI BAHAN PEWARNA TAMBAHAN MAKANAN

A. Hari / Tanggal

Senin, 11 November 2013 B. Tujuan Untuk mengetahui ada tidaknya bahan pewarna tambahan pada makanan dan minuman. C. Prinsip Kerja Zat warna dalam contoh makanan diserap benang wol dalam suasana asam dengan pemanasan, kemudian zat warna dalam benang wol dilarutkan kembali dalam suasana basa, selanjutnya dilakukan identifikasi dengan kromatografi kertas. D. Landasan Teori Definisi Bahan Tambahan Pangan (BTP) adalah bahan yang ditambahkan dengan sengaja ke dalam makanan dalam jumlah kecil, dengan tujuan untuk memperbaiki penampakan, cita rasa, tekstur, flavor dan memperpanjang daya simpan. Selain itu penambahan BTP dapat meningkatkan nilai gizi seperti protein, mineral dan vitamin. Penambahan pewarna juga sering dilakukan pada proses pengolahanmakanan dan minuman. Bahan Tambahan Pangan adalah bahan yang secara alamiah bukan merupakan bagian dari bahan makanan, tetapi terdapat dalam bahan makanan tersebut karena perlakuan pada saat proses pengolahan, penyimpanan atau pengemasan. Penggunaan bahan tambahan pangan lainnya seperti pewarna makanan, dapat memperbaiki dan memberikan daya tarik tersendiri pada produk yang dihasilkan. Makanan akan berpenampilan lebih menarik dan menimbulkan selera dengan warna yang indah.

Zat pewarna terbagi menjadi 2 yaitu alami dan buatan (sintesis). Zat pewarna alami ada bermacam-macam seperti klorofil, beta karoten, anthosian, caramel, Xanthon, Karotenoid, Heme, flavonoid, dan lain-lain. Namun, pewarna alami berwarna pucat dan mudah rusak oleh panas, pH dan oksidasi. Oleh karena itu, diperlukan pewarna sintesis, seperti biru berlian, eritrosin, tartrazine, riboflavin, dan lain-lain. Pewarna sintesis bahan pangan kebanyakan dalam bentuk garam yang tentunya larut dalam air. Ada beberapa bahan pewarna yang disalahgunakan dalam bahan pangan misalnya: Rhodamin B, Methanil yellow, Malachite Green. Zat warna ini digunkan dalam tekstil dan kulit. Bahan tersebut berwarna lebih cerah, stabil, dan tidak larut di dalam air. Sifat tersebut dapat menjadi dasar untuk teknik analisis sederhana: totolkan zat pewarna pada kertas saring kemudian elusi dengan aquadest,apabila spot tetap pada tempatnya berarti zat tersebut adalah zat pewarna tekstil. Secara umum, teknik analisis dari bahan tambahan pangan dapat menggunakan: Krolamtografi lapis tipis, Spektrofotometri, Titrasi, HPLC, dan lainlain tergantung dari ketersediaan instrumen analisis.

E. Alat dan Reagensia 

Alat 1. Gelas kimia 25 ml, 50 ml, 100 ml dan 250 ml.

2. Batang pengaduk 3. Pinset 4. Penangas air 5. Benang wol bebas lemak 6. Bejana kromatografi 7. Pipa kapiler 8. Kertas saring 9. Kertas whatman no 1 

Pereaksi 1. Larutan asam asetat encer (6%) 2. Larutan asam asetat glacial 3. Larutan ammonia encer 4. Standar zat warna makanan 5. Larutan eluasi / eluen - Eluen II :

Iso butanol Etanol Aquadest

- Eluen IV :

Etil metal keton Asam asetat Aquadest

F. Prosedur Kerja a. Persiapan Bulu Domba Bebas Lemak

Bulu domba direbus dengan air (± 1000C) untuk menghilangkan kotoran, dicuci 2-3 kali sampai bersih, dikeringkan, selanjutnya direndam dalam eter atau petroleum eter untuk menghilangkan lemaknya dan dikeringkan. b. Penarikan Warna Dengan Benang Wol 1. Timbang sampel sebanyak ± 20 gram, kemudian larutkan dengan aquadest secukupnya dan homogenkan. 2. Ditambahkan asam asetat sebanyak 5 ml, lalu masukkan bulu domba dan homogenkan. 3. Dipanaskan di atas waterbath / hot plate selama 10 menit. 4. Bulu domba dalam sampel diambil dan dicuci sampai bersih. 5. Dimasukkan ke dalam gelas beker volume 100 ml dan tambahkan NH 4OH 10 %. 6. Dipanaskan di atas waterbath hingga warna bulu domba luntur. 7. Larutan bulu domba tersebut di pekatkan di atas waterbath. c. Kromatografi Kertas 1. Pekatan

dilarutkan

dengan

sedikit

metanol,

kemudian

dengan

menggunakan pipa kapiler pekatan ditotolkan pada kertas kromatografi dengan jarak 2 cm dari dasar kertas. 2. Totolkan juga zat warna standar yang cocok (maksudnya bila larutan pekatan sampel berwarna merah maka gunakan zat warna standar berwarna merah juga), dengan jarak 2 – 3 cm disebelah titik penotolan sampel.

3. Kertas kromatografi dimasukkan ke dalam bejana kromatografi yang sebelumnya sudah dijenuhkan dengan uap salah satu eluen yang cocok, dengan cara digantungkan pada benang halus. 4. Bagian bawah kertas kromatografi ditutup, biarkan eluen merambat pada kertas dengan jarak rambat elusi = 12 cm dari titik penotolan. 5. Bandingkan Rf bercak sampel dengan Rf bercak zat warna standar. 6. Lakukan prosedur diatas dengan eluen yang lain. 7. Interpretasi hasil : Pewarna tambahan pada contoh makanan dinyatakan sama dengan pewarna standar apabila memberikan warna bercak dan Rf yang sama.

Catatan : Untuk warna merah yang sukar dibebaskan dari benang wol / bulu domba dengan larutan ammonia, digunakan pelarut alkohol 50% sebagai ganti ammonia. G. Rumus Perhitungan

Rf (Reterdasi faktor) = jarak tempuh eluen jarak tempuh sampel

H. Data Percobaan

No. 1.

2.

Sampel Saos Baru Bercak warna merah : 2 cm Bercak warna kuning : 2,7 cm Batas eluen : 4 cm

Sampel Saos Lama Bercak warna kuning : 0,6 Bercak warna merah : 1,3 cm Batas eluen : 3,3 cm

Control erytromicin Bercak warna orange : 1,6 cm Bercak warna merah : 3,5 cm Batas eluen : 4 cm

Control erytromicin Bercak warna kuning : 0,6 cm Bercak warna pink : 1,7 cm Bercak warna orange : 2,5 cm Batas eluen : 4,3 cm

ungan a. Sampel saos baru

PENETAPAN KADAR ASAM BENZOAT DAN SAKARIN

A. Hari / tanggal

B. Tujuan

I. P e r h it

Untuk melakukan penetapan kadar asam benzoat dan sakarin dalam minuman yang mengandung campuran keduanya. C. Prinsip Kerja Asam benzoat diekstraksi dari larutan pada pH 4 dengan dietil eter kemudian sari eter diuapkan. Residu dititrasi dengan larutan NaOH standar. Sisa larutan pH 4 tersebut kemudian diasamkan dengan HCl dan diekstraksi dengan dietil eter. Sari eter diuapkan, residu sakarin ditirasi dengan larutan NaOH. D. Landasan Teori Pemanis dapat berupa pemanis alami dan pemanis buatan. Pemanis alami adalah pemanis yang dapat ditemukan dalam bahan alam meskipun prosesnya secara sintetik ataupun fermentasi. Contoh : Sorbitol, Manitol, Isomalt, Glikosida steviol, Maltitiol, Silitol. Pemanis buatan adalah pemanis yang diproses secara kimiawi, dan senyawa tersebut tidak terdapat di alam. Pemanis buatan sering ditambahkan ke dalam makanan dan minuman sebagai pengganti gula karena mempunyai kelebihan dibandingkan dengan pemanis alami (gula tebu/sukrosa), yaitu :



Rasanya lebih manis



Membantu mempertajam penerimaan terhadap rasa manis



Tidak mengandung kalori atau mengandung kalori yang jauh lebih rendah sehingga cocok untuk penderita penyakit gula (diabetes)



Harganya lebih murah

Contoh : Siklamat, Sakarin, Aspartam, Asesulfam-K, Sukralosa, dam Neotam. Tingkat kemanisan pemanis buatan tersebut dapat mencapai puluhan bahkan ratusan kali gula alami. Siklamat mempunyai tingkat kemanisan 30-80 kali gula alami, Aspartam 180 kali gula sedangkan sakarin 300 kali gula alami, sehingga pemanis buatan tersebut sering disebut sebagai biang gula. Pemanis buatan telah dilarang karena bersifat karsinogenik / dapat menyebabkan kanker antara lain dulcin dan P-4000 (2-amino 4-nitro 1-phenol propoxybenzene). Dulcin menyebabkan tumor hati dan mengganggu produksi sel darah merah. Sedang P-4000 dapat merusak ginjal dan mengganggu fungsi tiroid. Asam

benzoat

dan

natrium

benzoate

banyak

digunakan

untuk

mengawetkan berbagai produk makanan dan minuman, seperti jus buah, kecap, margarin, mentega, minuman ringan, sambal, saus salad, saus tomat, selai, dan sirop buah. Asam benzoat menghambat pertumbuhan jamur, kapang dan beberapa bakteri. Asam benzoat bisa ditambahkan langsung atau ditambahkan dalam bentukan garamnya (dengan basa natrium, kalium, atau kalsium). Efektivitas asam benzoat dan turunan benzoat tergantung pada pH makanan. Makanan berkadar asam dan minuman seperti jus buah (asam sitrat), minuman bersoda (karbon dioksida), minuman ringan (asam fosfat), Acar (cuka) atau makanan lain yang diasamkan diawetkan dengan asam benzoat dan natrium benzoat. Asam

benzoat terdeteksi dengan jumlah sedikit di cranberry, plum, greengage plum, kayu manis, cengkeh matang, dan apel. Batas penggunaan asam benzoat sebagai pengawet dalam pangan adalah antara 0,05-0,1%. Makanan yang asam benzoat dapat digunakan dan tingkat maksimum untuk aplikasi yang ditetapkan dalam hukum makanan internasional. Kekhawatiran muncul dari fakta bahwa asam benzoat dan garamnya dapat bereaksi dengan asam askorbat (vitamin C), dalam beberapa minuman ringan, membentuk senyawa turunan benzena yang berbahaya untuk kesehatan dan merupakan pemicu kanker. E. Alat dan Reagensia 

Alat 1. Corong pisah 2. Pipet volume 50 ml 3. Gelas ukur 25 ml 4. Erlenmeyer 250 ml 5. Alat destilasi sederhana 6. Buret



Pereaksi 1. Buffer pH 4 2. Natrium sitrat 10 gram dan Asam sitrat 6,5 gram dilarutkan dalam air sampai 100 ml. Cek pH.

3. Larutan NaOH 0,05 N 4. Larutan standar Asam oksalat 5. Indikator merah fenol 6. Indicator Brom tymol blue F. Prosedur kerja Cara Penetapan Asam benzoat 1. Kedalam corong pisah dimasukkan 50,0 ml larutan contoh dan 25 ml buffer pH 4. 2. Gojog sebanyak 3 kali, masing-masing dengan 25 ml. 3. Sari eter dikumpulkan, dicuci dengan 4 ml air. Air cucian dan sisa larutan contoh yang sudah diekstraksi dikumpulkan untuk penetapan kadar sakarin. 4. Sari eter diuapkan hati-hati diatas penangas uap ( dengan alat destilasi, agar eter dapat ditampung kembali) sampai kira-kira 5 ml. Angkat dan biarkan sisa eter menguap pada suhu ruangan. 5. Residu dilarutkan dengan 5 ml larutan aseton 50% dalam air. Kemudian dititrasi dengan larutan baku NaOH 0,05 N dengan indicator merah fenol. 6. Hitung kadar asam benzoat, tiap ml NaOH 0,05 N setara dengan 0,0061 gr Asam Benzoat.

Cara Penetapan Sakarin 1. Pada larutan sisa penetapan Asam benzoat ditambahkan 10 ml HCL pekat. 2. Gojog sebanyak 3 kali, masing-masing dengan 25 ml dietil eter. 3. Sari eter dikumpulkan, dicuci masing-masing dengan 10 ml aquadest

4. Kumpulkan air cucian, gojog/cuci dengan 10 ml eter dan campurkan kedalam sari eter. 5. Saring sari eter dengan kertas saring whatman. 6. Sari eter diuapkan hati-hati diatas penangas air. 7. Residu dilarutkan dengan 3 ml aceton, kemudian diuapkan. 8. Tambahkan 2 ml aquadest kocok sampai larut. 9. Titrasi dengan larutan baku NaOH 0,05 N dengan indikator Brom timol blue. 10. Hitung kadar sakarin, tiap ml NaOH 0,05 N setara dengan 0,00916 gr sakarin.

Catatan BM Na

= 23

BM Ca

= 40

BM Sakarin = 183,2 BM Asam benzoat = 122